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ProteanFect Max 转染试剂盒：提供免疫细胞高效、低毒性的核酸转染解决方案

更新时间：2025-01-20

阅读：136

产物名称：ProteanFect Max 转染试剂盒
规格：多种规格可选
介绍：ProteanFect Max 转染试剂盒是全·球首·款自组装蛋白纳米颗粒核酸转染试剂，专为原代细胞与难转细胞系设计，能够实现卓·越的外源基因递送与表达。作为一种非病毒、非电转、非脂质体的转染试剂，ProteanFect Max 能高效且低毒性地转染 mRNA、siRNA、DNA 等多种核酸。该试剂操作简便，仅需 5-15 分钟即可将核酸递送至细胞内，最快在 1 小时内观察到 mRNA 的表达效果。·
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产物特点与优势：
  • 高效转染：能够高效转染 mRNA、siRNA、DNA 等多种核酸，适用于多种细胞类型。
  • 低毒性：对细胞的损伤小，转染后细胞状态恢复快。
  • 操作简便：仅需 5-15 分钟即可完成转染，最快 1 小时内观察到 mRNA 表达。
  • 适用广泛：适用于原代细胞和难转细胞系，如人原代 T 细胞、Jurkat T 细胞、HepG2 细胞等。
  • 阳性对照：试剂盒包含编码绿色荧光蛋白（EGFP）的 mRNA 和质粒 DNA，验证实验操作及试剂效果。
产物应用：
  • 基因表达研究：快速高效地将目标基因递送至细胞内，观察基因表达效果。
  • 搁狈础干扰研究：通过 siRNA 转染实现基因沉默，研究基因功能。
  • 细胞功能研究：在原代细胞和细胞系中进行功能研究，如细胞增殖、凋亡、迁移等。
储存与运输条件：
  • 储存条件：Reagent A 和 Reagent C 打开使用后保存于 2-8℃，Reagent B 保存于 -20℃，避免反复冻融。
  • 运输条件：干冰运输，收到后应存放于 -20℃，直至使用。
实验前材料准备：
  • 待转染细胞：转染前细胞必须处于良好的生长状态，活率＞90%。对于原代细胞，建议在适当活化后进行转染。
  • 推荐培养基：Opti-MEM 培养基（或无血清的 RPMI 1640 培养基/无血清 DMEM 培养基），提前预热或恢复至室温。
  • 其他：完·全培养基，无菌 EP 管、所需转染的核酸样品。
实验操作步骤：
  1. 配置 ProteanFect 转染体系：
    • 在 40 µL Reagent A 中加入 0.5 µg mRNA，充分混匀。
    • 加入 1.4 μL Reagent B，轻柔充分混匀。
    • 对于原代细胞，加入 8 μL Reagent C 混匀。
  2. 细胞处理：
    • 悬浮细胞：300 g 离心 5 分钟，收集细胞沉淀，用 Opti-MEM 重悬并洗涤，调至 5×10? - 1×10? cells/mL 备用。
    • 贴壁细胞：转染前汇合率应保持在 50%-80%，用 Opti-MEM 轻柔清洗细胞两次，加入 20 µL Opti-MEM 备用。
  3. 细胞转染：
    • 将配置好的 ProteanFect 转染体系与 20 µL 细胞悬液或贴壁细胞混合均匀。
    • 37℃孵育 45-60 分钟（细胞系）或 15-30 分钟（原代细胞）。
    • 加入至少 200 µL 完·全培养基，300 g 离心 5 分钟，弃上清（为避免细胞损失，无需完·全弃尽）；对于贴壁细胞，直接弃去混合液，补加培养基。
    • 加入适量完·全培养基，进行细胞培养，后续可根据实验目的进行基因表达检测。
常见问题及解决方案：
  1. 如何提升转染效率：
    • 延长转染时间：根据细胞状态适当延长转染时间。通常原代细胞不超过 1 小时，细胞系不超过 2 小时。
    • 提升 Reagent B 用量：适当增加 Reagent B 的用量，以 96 孔板为例，原代细胞推荐为 0.7-1.4 μL，细胞系为 1-3 μL。
    • 提升 Reagent C 用量：对于细胞系转染，可在体系中添加适当的 Reagent C，以 96 孔板为例，添加 8-13.5 μL，孵育 15 分钟，最长不超过 45 分钟；原代细胞则可将 Reagent C 体积增加至 13.5 μL，孵育时间同样不超过 45 分钟。
    • 提升 ProteanFect 转染量：适当增加转染体系至初始的 1.5-2.5 倍。
  2. 质粒 DNA 能否用于原代细胞转染：
    • 双链 DNA 转染原代细胞可能引起一定的毒性，例如炎症应激，因此需根据实验目的谨慎选择。以人或小鼠来源的原代 T 细胞为例，使用质粒 DNA 转染可能导致显著的细胞毒性，因此不适合此类细胞。而大多细胞系通常经过多代培养，能更有效地应对外源 DNA 带来的压力，对双链 DNA 转染的耐受性较高，因此可以使用质粒 DNA 进行转染。
  3. 质粒 DNA 转染要求：
    • 转染效率受 DNA 质量影响。建议使用无内毒素试剂盒制备 DNA，并确保 OD 值在 1.7-1.9 之间；使用无核酸酶纯水将 DNA 稀释至 0.5-2 µg/µL 的浓度。
  4. 细胞系转染前处理：
    • 为获得良好的转染效率，建议使用活性超过 90%的细胞，可以通过台盼蓝染色测定细胞活性。
    • 不建议使用传代次数超过 15 次的细胞进行实验。
    • 新复苏的细胞在转染实验前需传代 2-3 次，待细胞恢复正常生长后使用。
  5. 原代细胞转染前预处理：
    • 对于原代细胞，充分活化有助于提高转染效率，因此建议在适当活化后进行转染。例如，人原代 T 细胞可使用 CD3/CD28 磁珠或抗体进行激活，激活 2-10 天内均可转染，其中激活 4-6 天时转染效率zui高。
  6. 对于试剂盒中阳性对照的使用建议：
    • 首·次尝试时，建议设置阳性对照组（EGFP mRNA 或 EGFP pDNA），以检测实验操作和试剂的有效性。使用 96 孔板的细胞量即可，节省细胞和试剂。
  7. 转染时的细胞数范围：
    • 说明书中提供了最佳转染条件下的细胞数量范围，但在特殊情况下，即使细胞数量较少，也可以进行转染。以 96 孔板为例，建议细胞数量不低于 4×10?/孔，以确保后续检测的可靠性。
  8. 转染后细胞状态与活力：
    • 转染后，细胞状态可能与未处理组略有差异。但使用 ProteanFect 试剂进行转染时，对细胞活力的损伤较小。通常在转染后第二天，细胞状态会基本恢复。
  9. 转染后细胞离心后看不到沉淀：
    • 对于小体积转染体系（如 96 孔板），离心后细胞沉淀不明显是正常现象。细胞沉淀可能散落在离心管侧壁，不影响后续结果。为减少细胞损失，离心后移液时应避免枪头紧贴底部。
  10. 转染体系扩大是否影响转染效率：
    • 如转染细胞量较大，推荐使用离心管进行孵育，转染体系参照表 4，不会影响转染效率。
  11. 贴壁细胞如何转染：
    • 对于贴壁细胞，可提前一天种板后进行转染，也可消化成细胞悬液进行


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